Uzależnienie od nikotyny jest rezultatem długoterminowych zmian adaptacyjnych aktywności i ekspresji receptorów acetylocholinowych w mózgu. Pierwsze obserwacje związane z objawami funkcjonowania receptora nikotynowego zostały poczynione prawie 100 lat temu. Nikotynowy receptor cholinergiczny (nAChR) był pierwszym receptorem jonotropowym, który oczyszczono, sklonowano i którego strukturę oraz funkcjonowanie intensywnie badano. W 1970 r. Changeux i wsp. oczyścili receptor nikotynowy z błon komórkowych izolowanych z Torpedo californica. Około 10 lat później poznano sekwencje jednej z podjednostek tworzących kanał receptora acetylocholinowego.
Pośród receptorów nikotynowych można wyróżnić dwa główne podtypy - neuronalny i mięśniowy, które różnią się wyraźnie właściwościami. Kanał jonotropowego receptora acetylocholinowego zaangażowany w przekaźnictwie synaptycznym jest najlepiej poznanym kanałem bramkowanym przez ligand. Por, tego specyficznego wobec kationów (Na⁺, K⁺, Ca²⁺) pentamerycznego kanału (α₂βγδ), przebiega wzdłuż osi pięciokrotnej symetrii. Każda z podjednostek a posiada N-terminalną sekwencję zewnątrzkomórkową zawierającą domenę z pętlą cysteinową (pętla C) (Jones and Sattelle, 2004). Tworzą ją dwie cysteiny odległe od siebie o 13 aminokwasów połączone wiązaniem dwusiarczkowym. Wszystkie podjednostki receptora nikotynowego posiadają 4 rejony transbłonowe (TM1 - TM4). Miejsce wiązania acetylocholiny oraz innych ligandów formowane jest przez kilka regionów (pętle A-F) w obrębie N-terminalnej domeny. Związanie dwóch cząsteczek acetylocholiny otwiera kanał. Dochodzi do depolaryzacji błony neuronu. Szybkie spadek stężenia acetylocholiny w szczelinie synaptycznej wywołany hydrolityczną aktywnością esterazy acetylocholinowej, prowadzi do zamknięcia kanału. Gdy duże stężenie acetylocholiny utrzymuje się przez cały czas, kanał zostaje odczulony (Stryer, 1997). Podjednostki niezawierające cysteiny tj. β, γ, δ, ε nie wiążą acetylocholiny jednak modulują właściwości fizjologiczne i farmakologiczne receptora. Ssaki i ptaki mają 17 podjednostek nAChR (α1 - α10, β1 - β4, γ, δ, ε. U dorosłych osobników typ mięśniowy nAChR zbudowany jest z następującej kombinacji podjednostek (α₁)₂β₁εδ, natomiast u niedojrzałych osobników z podjednostek (α₁)₂β₁γδ. Natomiast neuronalny nAChR zbudowany jest z podjednostek α2 - α10 i β2 - β4 (Jones and Sattelle, 2004). Mimo, że receptor nikotynowy jest dość dobrze scharakteryzowany to białka mu towarzyszące, ułatwiające lub regulujące przekazywanie sygnału przez ten receptor wciąż są słabo poznane.
 Mało wiadomo na temat roli nAChR w wyższych czynnościach nerwowych. Liczne badania wskazują na ich udział w procesach uczenia się i zapamiętywania. Nikotyna poprawia wyniki uzyskiwane w testach pamięciowych. W chorobie Alzheimera obserwuje się zmniejszenie liczby nAChR w korze mózgowej. Produkt rozpadu nikotyny w organizmie zapobiega odkładaniu w mózgu płytek amyloidalnych - nieprawidłowych struktur obserwowanych u osób chorych na Alzheimera (Dickerson and Janda, 2003). Nieprawidłowe funkcjonowanie nAChR zaobserwowano także w przebiegu epilepsji, chorobie Parkinsona, schizofrenii i syndromie Tourette'a (Gotti et al., 1997; Paterson and Nordberg, 2000). Jednak sposób w jaki nikotyna oddziałując na nAChR wywołuje uzależnienie wciąż jest nieznany. U gryzoni nikotyna wzmacnia zachowania polegające na samodawkowaniu alkaloidu (Stolerman and Shoaib, 1991 cytowane za Wolf and Heberlein, 2003). Niskie stężenie nikotyny pobudza, natomiast wysokie, hamuje aktywność lokomocyjną (Museo and Wise, 1990 cytowane za Wolf and Heberlein, 2003). Po długim działaniu wykształca się tolerancja wobec nikotyny i powraca zdolność do aktywności ruchowej. Podobnie jak w przypadku nadużywania innych środków uzależniających, nikotyna pobudza ośrodki nagrody w mózgu szczura poprzez system dopaminowy (Di Chiara, 2000; Pontieri et al., 1996). Myszy z brakującą podjednostką b-2 nAChR same nie dawkują sobie nikotyny, nie obserwuje się u nich także uwolnienia dopaminy z nucleus accumbens (Picciotto et al., 1997 cytowane za Wolf and Heberlein, 2003).
W przypadku podania nikotyny miejsce fizjologicznego liganda, jakim jest acetylocholina, może zając cząsteczka nikotyny. Z braku systemu sprawnie rozkładającego nikotynę kanał pozostaje przez długi czas w stanie otwartym. Jednak po pewnym czasie dochodzi do jego zamknięcia i odczulenia. Przedłużona ekspozycja neuronu na nikotynę prowadzi do zwiększenia ilości kanałów nAChR, które wiążą co raz większą liczbę cząsteczek nikotyny. Przypuszcza się, że ten zaskakujący wzrost liczby kanałów nikotynowych wywołany jest adaptacjami zmianami mającymi na celu utrzymanie stałej liczby funkcjonalnych receptorów nikotynowych. Aczkolwiek chroniczna ekspozycja na nikotynę prowadzi do wzrostu lub do spadku wydajności systemu cholinergicznego. Przypuszcza się, że jest to efekt zależny od składu podjednostkowego receptora nikotynowego (Buisson and Bertrand, 2002; Dani and De Biasi, 2001).
Istnieją co najmniej dwa modele próbujące tłumaczyć, w jaki sposób dochodzi do zwiększenia się liczby nAChR na skutek działaniu nikotyny (Buisson and Bertrand, 2002). Pierwszy model zakłada, że istnieją dwa stany konformacyjne receptora, ulegające ciągłej konwersji. Jeden, w którym receptor wykazuje wysokie powinowactwo do nikotyny i drugi stan, w którym ligand jest słabo związany przez receptor. W modelu tym przyjmuje się, że receptor ulega szeregowi przemian. Poprzez odczulenie i zablokowanie przepływu jonów przez kanał, po zmianę stanu kanału i wrażliwości receptora. Chroniczna ekspozycja na nikotynę stabilizuje frakcje receptorów o wysokim powinowactwie do nikotyny. Zjawisko to wykrywane jest doświadczalnie jako wzrost ilość receptorów nAChR. Drugi model zakłada, że receptor może być szybko usuwany z powierzchni komórki, podobnie jak zaobserwowano to w przypadku receptorów glutaminianergicznych typu AMPA. Chroniczna ekspozycja na nikotynę spowalnia edocytozę receptorów, przez co wzrasta ich gęstość w błonie.

 

Receptor nikotynowy u C. elegans

 

Analizując genom C. elegans zidentyfikowano przynajmniej 42 geny, których sekwencja wykazuje podobieństwo do podjednostek receptora nikotynowego (Bargmann, 1998). Jednak obecnie tylko dla 27 z nich wykazano, że są homologami receptora nikotynowego (Schafer, 2002). Geny kodujące receptor nikotynowy u C. elegans można podzielić na 5 grup (Jones and Sattelle, 2004; Schafer, 2002). Geny kodujące podjednostki receptora nikotynowego podobne do:

 

1. UNC-38. Do grupy tej należą 3 podjednostki a (ACR-6, UNC-63, UNC-38) wykazujące podobieństwo do podjednostek owadzich, występują w mięśniach.

2. UNC-29; 4 geny podjednostek nie należących do typu α (ACR-2, ACR-3, UNC-29, LEV-1), podobne do podjednostek występujących w mięśniach szkieletowy kręgowców. Do grupy tej prawdopodobnie należy ostatnio odkryta podjednostka EAT-2 (McKay et al., 2004).

3. ACR-16 ; 12 genów podobnych do podjednostki a-7 kręgowców (ACR-21, α9α10, ACR-19, α7α8, ACR-15, ACR-10, ACR-7, Y48B6A 4, ACR-14, ACR-16, ACR-11, ACR-9).

4. DEG-3; 10 genów charakterystycznych dla nicieni (F11C7.1, Y44ABE 1, ACR-18, ACR-17, ACR-5, Y73F8A.30, DEG-3, DES-2, ACR-23, ACR-20) podlegających ekspresji w neuronach czuciowych, chemosensorycznych oraz poza obrębem synapsy.

5. ACR-8; 3 geny charakterystyczne dla nicieni, tworzące kanały o specyficzności kationowej (ACR-12, ACR-13, ACR-8).

 

Nazwy genów pochodzą od angielskich oznaczeń ACR - acetylocholine receptor, UNC - uncoordinated, LEV - levamisole resistance, DEG - neuronal degeneration, DES - degeneration supression.
Chroniczna ekspozycja na nikotynę prowadzi do zmian adaptacyjnych receptora nikotynowego. Modyfikacji ulegają funkcje i ilość nAChR. Podobnie jak u kręgowców, pierwsze, bezpośrednie objawy działania nikotyny są inne od efektów obserwowanych w czasie chronicznego i wielokrotnego jej podawania. Podanie nikotyny początkowo wywołuje silne skurcze mięśni C. elegans, jednak po kilku godzinach w obecności nikotyny, nicienie nabierają tolerancji na ten alkaloid. Wtedy zwierzęta mimo obecności nikotyny zdolne są do swobodnego poruszania się (Lewis et al., 1980 za Schafer, 2002). Co więcej, zaadaptowane do nikotyny zwierzęta przeniesione na pożywkę jej nie zawierającej poruszają się w nieskoordynowany, bardzo specyficzny sposób. Sugeruje to, że nicienie zdolne są tolerancji, ale również uzależnienia od nikotyny (Schafer, 2002). Tolerancja wobec nikotyny związana jest także z zachowaniami związanymi ze składaniem jaj (Waggoner et al., 2000). Nicienie, u których wytworzyła się tolerancja po traktowaniu ich przez co najmniej 3 godziny nikotyną stawały się nie wrażliwe na stymulujące działanie levamisolu i innych agonistów receptora nikotynowego. Stan ten utrzymuje się do 24 godzin po zaprzestaniu działania nikotyny.
Jedynie kilka genów kodujących receptor nikotynowy u C. elegans poddano analizie funkcjonalnej. Najintensywniej badano podjednostkę receptora wiążącą levamisol. Levamisol, podobnie jak nikotyna, powoduje skurcz mięśni, paraliż i stymulację składania jaj (Kim et al., 2001). Pod wpływem tego liganda obserwowano zmiany w zachowaniu objawiające się paraliżem mięśni, stymulacją składania jaj i wysunięciem narządów kopulacyjnych samców (Lewis et al., 1980). Zidentyfikowano 6 genów u mutantów wykazujących odporność na levamisol. Cztery z nich, unc-38, unc-29, unc-63 i lev-1 kodują podjednostki receptora nikotynowego (Halevi et al., 2002; Lewis et al., 1980; Schafer, 2002). U zaadaptowanych do nikotyny nicieni obserwuje się spadek ekspresji UNC-29 (Waggoner et al., 2000). Produkty białkowe genów unc-29, unc-38, lev-1 (Fleming et al., 1997; Kim et al., 2001) zaangażowane są w proces neuroprzekaźnictwa cholinergicznego u C. elegans. Kiedy zmutowany jest UNC-29 mięśnie vulvy (otworu płciowego), podobnie jak pozostałe mięśnie ciała, są niewrażliwe na nikotynę i levamisol. Wywołany przez nikotynę spadek ilości receptorów UNC-29 wymaga aktywności białka TPA-1. Ta kinaza proteinowa typu C (PKC) ulega ekspresji w mięśniach tworzących vulvę (Tabuse, 2002). Przypuszcza się, że odgrywa ona znaczącą rolę w procesie adaptacji do nikotyny. Mutant bez aktywnego genu tpa-1 w sposób niezaburzony składa jaja, wykazując normalną wrażliwość na levamisol i prawidłowy poziom białka UNC-29. Nawet długa ekspozycja na nikotynę nie obniża wrażliwości na pozostałych agonistów i nie obniża poziomu białka UNC-29 (Waggoner et al., 2000). UNC-29 oraz inne podjednostki receptora nikotynowego zawierają domeny mogące ulegać fosforylacji przez kinazę proteinową (PKC). Przeniesienie reszty fosforanowej na podjednostkę receptora może stanowić sygnał do przebudowy jakościowej i ilościowej w błonie komórkowej. Znaczącą rolę PKC w transdukcji sygnału w systemie acetylocholinergicznym oraz w odczulaniu receptora wykazano także u kręgowców (Fenster et al., 1999).

 

Literatura

 

• Bargmann, C.I. (1998) Neurobiology of the Caenorhabditis elegans genome. Science, 282, 2028-2033.

• Buisson, B. and Bertrand, D. (2002) Nicotine addiction: the possible role of functional upregulation. Trends Pharmacol Sci, 23, 130-136.

• Changeux, J.P., Kasai, M. and Lee, C.Y. (1970) Use of a snake venom toxin to characterize the cholinergic receptor protein. Proc Natl Acad Sci U S A, 67, 1241-1247.

• Dani, J.A. and De Biasi, M. (2001) Cellular mechanisms of nicotine addiction. Pharmacol Biochem Behav, 70, 439-446.

• Di Chiara, G. (2000) Role of dopamine in the behavioural actions of nicotine related to addiction. Eur J Pharmacol, 393, 295-314.

• Dickerson, T.J. and Janda, K.D. (2003) Glycation of the amyloid beta-protein by a nicotine metabolite: a fortuitous chemical dynamic between smoking and Alzheimer's disease. Proc Natl Acad Sci U S A, 100, 8182-8187.

• Fenster, C.P., Beckman, M.L., Parker, J.C., Sheffield, E.B., Whitworth, T.L., Quick, M.W. and Lester, R.A. (1999) Regulation of alpha4beta2 nicotinic receptor desensitization by calcium and protein kinase C. Mol Pharmacol, 55, 432-443.

• Gotti, C., Fornasari, D. and Clementi, F. (1997) Human neuronal nicotinic receptors. Prog Neurobiol, 53, 199-237.

• Halevi, S., McKay, J., Palfreyman, M., Yassin, L., Eshel, M., Jorgensen, E. and Treinin, M. (2002) The C. elegans ric-3 gene is required for maturation of nicotinic acetylcholine receptors. Embo J, 21, 1012-1020.

• Jones, A.K. and Sattelle, D.B. (2004) Functional genomics of the nicotinic acetylcholine receptor gene family of the nematode, Caenorhabditis elegans. Bioessays, 26, 39 - 49.

• Kim, J., Poole, D.S., Waggoner, L.E., Kempf, A., Ramirez, D.S., Treschow, P.A. and Schafer, W.R. (2001) Genes affecting the activity of nicotinic receptors involved in Caenorhabditis elegans egg-laying behavior. Genetics, 157, 1599-1610.

• Lewis, J.A., Wu, C.H., Levine, J.H. and Berg, H. (1980) Levamisole-resistant mutants of the nematode Caenorhabditis elegans appear to lack pharmacological acetylcholine receptors. Neuroscience, 5, 967-989.

• McKay, J.P., Raizen, D.M., Gottschalk, A., Schafer, W.R. and Avery, L. (2004) eat-2 and eat-18 Are Required for Nicotinic Neurotransmission in the Caenorhabditis elegans Pharynx. Genetics, 166, 161-169.

• Museo, E. and Wise, R.A. (1990) Microinjections of a nicotinic agonist into dopamine terminal fields: effects on locomotion. Pharmacol Biochem Behav, 37, 113-116.

• Nguyen, M., Alfonso, A., Johnson, C.D. and Rand, J.B. (1995) Caenorhabditis elegans mutants resistant to inhibitors of acetylcholinesterase. Genetics, 140, 527-535.

• Paterson, D. and Nordberg, A. (2000) Neuronal nicotinic receptors in the human brain. Prog Neurobiol, 61, 75-111.

• Picciotto, M.R., Zoli, M., Zachariou, V. and Changeux, J.P. (1997) Contribution of nicotinic acetylcholine receptors containing the beta 2-subunit to the behavioural effects of nicotine. Biochem Soc Trans, 25, 824-829.

• Pontieri, F.E., Tanda, G., Orzi, F. and Di Chiara, G. (1996) Effects of nicotine on the nucleus accumbens and similarity to those of addictive drugs. Nature, 382, 255-257.

• Schafer, W.R. (2002) Genetic analysis of nicotinic signaling in worms and flies. J Neurobiol, 53, 535-541.

• Stolerman, I.P. and Shoaib, M. (1991) The neurobiology of tobacco addiction. Trends Pharmacol Sci, 12, 467-473.

• Stryer, L. (1997) Biochemia. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa.

• Tabuse, Y. (2002) Protein kinase C isotypes in C. elegans. J Biochem (Tokyo), 132, 519-522.

• Waggoner, L.E., Dickinson, K.A., Poole, D.S., Tabuse, Y., Miwa, J. and Schafer, W.R. (2000) Long-term nicotine adaptation in Caenorhabditis elegans involves PKC-dependent changes in nicotinic receptor abundance. J Neurosci, 20, 8802-8811.

• Wolf, F.W. and Heberlein, U. (2003) Invertebrate models of drug abuse. J Neurobiol, 54, 161-178.

• Wu, Y. and Engen, J.R. (2004) What mass spectrometry can reveal about protein function. Analyst, 129, 290-296.